Brève description de l’impact des agents pathogènes qui affectent les élevages de poissons

• Columnare ou “Selle de cheval” (nom dû aux décolorations à la base de la nageoire dorsale). Flavobacterium columnare.
• Entérobactériose, Edwardsiella ictaluri, Edwardsiella tarda. Bactéries Gram négatives, anaérobiques facultatives. E. ictaluri généralement est un pathogène spécifique de poisson chat et E. tarda, également du poisson chat, est associée à des pathologies de la saumonette, la dorad et du tilapia.
• Streptococose, Streptococcus agalactiae et secondairement S. iniae, chez les tilapias, chez le turbot Streptococcus parauberis, chez la truite arc-en-ciel Streptococcus constellatus (Lactococcus garvieae). La streptococose peut provoquer des mortalités significatives (> 50%).
• Septicémie,  Aeromonas hydrophila. Bactérie qui morphologiquement est assimilée aux membres de la famille des Entérobactériacées. Elle cause de sévères ulcérations et lésions nécrotiques sur les écailles des poissons.

Brève description des tests moléculaires :

- PCR (Polymerase Chain Reaction) : Technique basée sur la réplication de l’ADN in vitro qui consiste en l’amplification (ou synthèse) d’un fragment spécifique de l’ADN blanc (par ex. une séquence du génome d’un virus). Cette opération est réalisée dans un appareil appelé thermocycleur, qui permet de réaliser des cycles de température nécessaires pour compléter les différents étapes de la réaction de synthèse : 1) la dénaturation de l’ADN (c’est-à-dire la séparation de deux brins d’ADN), 2) l’hybridation (ou l’union par complémentarité des bases azotées des brins d’AND des sondes (petites séquences d’ADN synthétiques) spécifiques de la région du génome à synthétiser, y 3) la polymérisation (ou synthèse) du fragment spécifique de l’ADN blanc à détecter. Cette opération est répétée de multiples dois (30 à 40 fois) permettant la production de millions de copies de la séquence désirée. Ce fragment peut alors être observé dans un gel d’agarose par électrophorèse, après un marquage au bromure d’éthidium et une illumination aux rayons ultra-violet. La présence d’une bande de la taille espérée indique un résultat positif.
Une variante appelée nested-PCR consiste à réaliser deux PCR successives en utilisant un jeu différent de sondes spécifiques pour chacune des deux réactions. Ceci permet d’augmenter le niveau de sensibilité de la méthode de diagnostic et augmenter la spécificité de la détection.
Une autre variante appelée RT-PCR (Reverse transcription-PCR) est utilisée pour l’identification d’agents pathogènes dont le génome est de l’ARN. Une première étape avant la PCR classique consiste à convertir un segment ou la totalité du génome viral en ADN complémentaire (ADNc), lequel est utilisé comme échantillon dans la réaction de PCR.

- LAMP (Loop-mediated Isothermal Amplification) est une technique innovante basée sur l’amplification de séquences ADN sans requérir à des cycles de températures comme la PCR. La technique emploie 4 jeux de sondes dans la même réaction, ce qui augmente le degré de spécificité, et la synthèse de l’ADN est complétée à une même température (réaction isothermique). Le résultat est observé à l’aide de la technique d’électrophorèse comme pour la PCR. L’identification d’un réaction positive peut être réalisée à l’aide d’une observation de la turbidité dans le tube de réaction ou bien encore par mesure d’un agent fluorescent incorporé à la réaction.

- Real-Time-PCR (PCR en temps réel) est une technique de PCR qui permet la quantification (c’est-à-dire la détermination du nombre de copies) de la séquence d’ADN blanc de l’échantillon analysé. Le thermocycleur est associé à un module optique qui analyse en temps réel l’avancement de la réaction de PCR et transmet l’information à un ordinateur sur lequel on peut visualiser la quantité de séquences synthétisées. A la fin, cette technique ne nécessite pas une analyse postérieure par électrophorèse. La réaction est monitorée grâce à l’utilisation d’agents fluorescents, qui émettent une fluorescence proportionnelle à la quantité de séquences produites. Ceci permet d’obtenir des données qui indiquent la quantité initiale de la séquence dans l’échantillon analysé. D’autre part, cette technique est très utilisée pour évaluer l’expression de gènes (par ex. les gènes immunitaires impliqués dans la résistance aux pathogènes) et ainsi réaliser une sélection des animaux assistée par des marqueurs moléculaires, par exemple dans le cadre de programmes d’amélioration génétique.